Selección del Desinfectante, Protocolos de Limpieza e Higiene de las Manos

Por Joshua A. Portner, DVM, DACVECC, Justine A. Johnson, DVM, DACVECC

Resumen: La resistencia a los antibióticos es un problema constante en el entorno hospitalario. Los organismos que causan las infecciones adquiridas en el hospital son por lo general altamente resistentes, requieren antibióticos costosos y hospitalización posterior. Como resultado, muchos dueños de mascotas infectadas eligen la eutanasia. La desinfección apropiada del hospital y las prácticas higiénicas del personal pueden evitar dichas infecciones ya que reducen la carga patógena en un establecimiento de conformidad con la “triada de prevención en nosocomios” — uso adecuado de antibióticos, higiene del personal y del paciente, y mantenimiento y desinfección del hospital. Esta vista general resalta el desarrollo y la aplicación de protocolos de desinfección en los hospitales y las prácticas de higiene de las manos en los hospitales veterinarios de animales pequeños.

Las infecciones adquiridas en los hospitales (nosocomiales) son un problema creciente en la medicina humana y veterinaria. Dichas infecciones se definen como aquellas que estuvieron presentes o en incubación al momento de presentarse en el hospital. Dado que la atención veterinaria está llegando a ser cada vez más sofisticada tanto en la práctica general como en los establecimientos de emergencia/referencia, las infecciones nosocomiales constituyen una preocupación particular ya que tienden a implicar bacterias altamente infecciosas y resistentes a múltiples fármacos, y los pacientes son menos capaces de sobrevivir a dicha complicación debido a su ya comprometida condición. La bibliografía médica sobre los seres humanos proporciona estimados mundiales conservadores de 15 millones de infecciones nosocomiales cada año (5% de la población hospitalizada), que originan 1.5 millones de muertes anuales (10% de los pacientes afectados)¹. Los datos más recientes informaron un estimado de 1.7 millones de infecciones adquiridas en los hospitales, que contribuyeron a 99.000 muertes en el 2002 solamente en los Estados Unidos². Más del 50% de estas infecciones comprometían el tracto urinario o un sitio quirúrgico. Debido a las inconsistencias en los métodos de recolección de datos y a la indisponibilidad de tasas previas de infección, las comparaciones con los años anteriores resultan muy difíciles.

El número de infecciones adquiridas en los hospitales en la medicina veterinaria es desconocido. A pesar de que el número puede ser menor que en la medicina humana, dichas infecciones en las mascotas pueden tener un efecto mucho más profundo dado las consideraciones emocionales y la falta de un seguro de salud para los animales. Las infecciones nosocomiales en los pacientes veterinarios a menudo tienen un patrón de resistencia a los antibióticos de amplio espectro que necesita el uso de fármacos extremadamente costosos, aumentando así el costo del tratamiento y prolongando la hospitalización y el sufrimiento del paciente. Estas variables a menudo originan una mayor mortalidad en la forma de eutanasia.

Los organismos que pueden causar las infecciones adquiridas en los hospitales provienen de los profesionales de la salud, las soluciones y líquidos presentes en el hospital, y de las superficies tales como pisos, paredes, jaulas, equipos y mostradores. La desinfección de las superficies es importante para reducir la carga patógena del hospital. Si el patógeno de un paciente afectado contamina el ambiente, la superficie colonizada puede a su vez contaminar al personal sanitario u a otros pacientes, dando como resultado la transmisión de patógenos incluso cuando no existe contacto directo entre los pacientes.^3–6

Los pacientes admitidos en el hospital con frecuencia reciben antibióticos. Una vez que se ha iniciado el tratamiento antibiótico, la resistencia antimicrobiana empieza a desarrollarse, incluso en la flora normal del paciente (especialmente en el tracto gastrointestinal). El paciente se convierte en una “fábrica” de bacterias resistentes, contaminando el ambiente local por medio de la orina, las heces y el vómito. Las manos y las prendas del personal sanitario se contaminan cuando entran en contacto con estas superficies y durante la atención al paciente (especialmente al administrar las pastillas, tocar las membranas mucosas y realizar la limpieza del paciente). Las manos y las prendas contaminadas pueden entonces propagar la bacteria en todo el hospital y en otros pacientes.

Para evitar las infecciones adquiridas en los hospitales, las instalaciones deben implementar una “triada de prevención en nosocomios” con miras al uso prudente de antibióticos, higiene adecuada del paciente y del personal, y mantenimiento y desinfección escrupulosa del hospital.⁷ Se han publicado recomendaciones relacionadas con las estrategias de prevención para los hospitales de humanos, pero son muy generales y a menudo vagas para el uso práctico, y muchas no son aplicables a la medicina veterinaria.^4,5 A nuestro entender, aún no se ha publicado ninguna revisión exhaustiva de las estrategias de desinfección y prácticas de higiene en los hospitales veterinarios. Este artículo describe la aplicación de estrategias de mantenimiento del hospital, los protocolos de desinfección y los procedimientos de higiene del personal para la prevenir las infecciones adquiridas en los hospitales, además describe la aplicación de estas estrategias para controlar las infecciones en los consultorios generales e instituciones de referencia de animales pequeños. Esperamos que ayude a los veterinarios en la evaluación y la reestructuración de los protocolos a fin de reducir la carga patógena dentro de sus hospitales. A pesar de que se trata de un proyecto que toma tiempo, la planificación y el razonamiento cuidadosos deben asegurar que una vez que el protocolo esté en funcionamiento, los hospitales pueden reducir significativamente el desarrollo de la resistencia a los antibióticos y la consecuente infección nosocomial.

DESINFECCIÓN

La desinfección se define como la aplicación de un desinfectante a los materiales y superficies para destruir los organismos patogénicos. Las actividades de algunas clases comunes de desinfectantes se resumen en la TABLA 1. Los esquemas de clasificación dividen a los desinfectantes en agentes de bajo, intermedio y alto nivel; y a los equipos médicos en dispositivos críticos, semicríticos y no críticos.^4,5,8,9 Los desinfectantes de bajo nivel son eficaces contra bacterias vegetativas (no esporuladas), hongos y virus de la influenza. Los desinfectantes en esta categoría se utilizan en elementos no críticos que pueden tocar la piel intacta o que no tocan directamente al paciente. Los desinfectantes de nivel intermedio son efectivos contra Mycobacterium tuberculosis y enterovirus y generalmente se utilizan en elementos semicríticos que tocan las membranas mucosas pero que no penetran las superficies corporales. Los desinfectantes de alto nivel son efectivos contra esporas bacterianas y fúngicas y también contra organismos de nivel bajo e intermedio. El equipo de esterilización (esterilizadores de vapor, líquido o gas) o los desinfectantes de alto nivel se utilizan en elementos críticos que se introducen en el torrente sanguíneo u otros sitios estériles (por ejemplo, el tracto urinario, la cavidad corporal).⁹ Aunque la esterilización se considera superior a la desinfección, en muchos casos, la desinfección de alto nivel es suficiente para los elementos críticos que no pueden soportar el proceso de esterilización.

La desinfección de las superficies es un proceso de dos pasos. Primero, se debe eliminar los desechos orgánicos con una limpieza general. Los detergentes (jabones) son suficientes para esta tarea. Este paso es extremamente importante porque muchos desinfectantes son ineficaces ante la presencia de desechos orgánicos, y la materia de las partículas restantes puede hospedar patógenos. Una vez que se han retirado los desechos generales, se debe desinfectar las superficies con particular atención a los tiempos de contacto y los posibles tipos de patógenos (TABLA 2, TABLA 3, TABLA 4 y TABLA 5). ^4,5,8,9

Se debe considerar todo el hospital en las estrategias de desinfección, desde los pisos hasta los equipos médicos más avanzados. Se ha informado la sobrevivencia de bacterias gram-negativas en las superficies y la ropa de cama por más de 60 días en algunas situaciones.¹⁰ La TABLA 3, la TABLA 4 y la TABLA 5 resumen las elecciones razonables y los tiempos de contacto necesarios para la desinfección de varias áreas del hospital y los tipos de equipo.

Desinfectantes

Eficacia

Los desinfectantes se dividen en clases basándose en sus propiedades químicas y mecanismos de acción. La resistencia bacteriana a los medicamentos antibióticos no afecta la eficacia de las soluciones desinfectantes.¹¹ La eficacia de los compuestos de amonio cuaternario varía ampliamente dependiendo de la formulación. Los ejemplos y las diluciones de varios agentes se indican en la TABLA 2; esta no es una lista amplia.^8,9,12 Gran parte de esta información se obtuvo directamente de las etiquetas de los productos o de las recomendaciones del fabricante, que se deben consultar para todos los productos. Las actividades mencionadas contra los grupos de organismos son generalizaciones y existen excepciones. Cuando se indica organismos específicos en las tablas, la eficacia contra ellos se basa en los reportes publicados; las eficacias contra los organismos no indicados son desconocidas para nosotros. El agua dura puede reducir la actividad de muchos desinfectantes, especialmente de los compuestos de amonio cuaternario y bioguanidas (clorhexidina).

Se debe señalar que a pesar de su utilización frecuente en muchos hospitales, los compuestos de amonio cuaternario pueden no ser confiablemente efectivos.^8,12 La investigación ha identificado significantes deficiencias en la acción virucida de inclusive algunos nuevos compuestos de amonio cuaternario, a pesar de las afirmaciones de los fabricantes; ninguna de las fórmulas probadas en los dos estudios separados^12,13 fue efectiva contra parvovirus canino, parvovirus felino o calicivirus felino, y solamente algunos fueron efectivos contra herpesvirus felino. Estos compuestos son generalmente bacteriostáticos y tienen poca eficacia viral y bacteriana gram-negativa, lo cual origina la eliminación incompleta de organismos de las superficies desinfectadas y el desarrollo de resistencia a los compuestos del amonio cuaternario. Estos hechos hacen que el uso de compuestos de amonio cuaternario en la limpieza general sea cuestionable, y los autores de los estudios no recomiendan la desinfección con compuestos de amonio cuaternario en áreas de posible contaminación. Las afirmaciones de las etiquetas sobre la actividad antipatogénica de cualquier desinfectante pueden ser inexactas porque los requerimientos de las pruebas pueden no reflejar las condiciones clínicas.¹⁴

La eficacia de un desinfectante puede verse afectada por la exposición al aire, luz o agua. Es importante leer las recomendaciones del fabricante o contactarse con el mismo para garantizar la dilución apropiada y los protocolos de almacenamiento, así como para conocer la eficacia de la solución diluida. El CUADRO 1 proporciona la fórmula para convertir las partes por millón a mililitros por galón. El cambio adecuado de las soluciones diluidas en botellas de spray u otros recipientes se debe basar en estas recomendaciones. Los blanqueadores, algunos compuestos de amonio cuaternario y el peróxido de hidrógeno se descomponen rápidamente cuando se diluyen y deben cambiarse a diario, como mínimo (TABLA 2).

Preparación y Uso

Las bacterias y otros organismos pueden colonizar la mayoría de soluciones desinfectantes bajo ciertas condiciones directamente relacionadas con la preparación y duración del uso de la solución. La solución contaminada puede entonces actuar como una fuente de patógenos para contaminar el hospital.^15–17 Por lo tanto, se debe cambiar las soluciones frecuentemente y esterilizar los recipientes utilizados cuando se cambia la solución. En mi (J.A.J) hospital, los envases lavados y los recipientes estériles fríos se cambian y esterilizan semanalmente, un protocolo que se inició en respuesta a la identificación de colonias de organismos resistentes a múltiples fármacos en estos recipientes. Los recipientes de acero inoxidable se pueden esterilizar en el autoclave, y los elementos plásticos fríos se pueden esterilizar a gas con óxido de etileno. Los trabajadores del sector salud deben utilizar pinzas absorbentes en los envases para minimizar el contacto de la piel con la solución desinfectante. De manera alternativa, las unidades individuales preempacadas que contienen una solución antiséptica y un aplicador diseñado para el uso de un solo paciente pueden eliminar la necesidad de recipientes de soluciones y así evitar la posible contaminación. Los baldes escurridores y los mangos del trapeador se deben lavar con una solución desinfectante de nivel intermedio y deben secarse por completo antes de volver a usarlos. Además, se debe utilizar guantes al momento de abrir las soluciones madre, y tener precaución al momento de llenar los envases de soluciones a fin de evitar la contaminación de las manos o el ambiente local.

Resistencia

La resistencia a los desinfectantes es otro problema. La base de consulta en la literatura en relación con este tema es amplia; sin embargo, existen pocas recomendaciones para la prevención en este momento. Gran parte de los datos actuales sobre la resistencia a los desinfectantes proviene de la exposición bacteriana a los desinfectantes en concentraciones subletales o desinfectantes con baja acción bactericida (por ejemplo, compuestos de amonio cuaternario).^18,19 Se ha identificado los mecanismos genéticos para el desarrollo de resistencia a los compuestos de amonio cuaternario, los cuales sugieren mayores tasas de resistencia a estos compuestos que otros desinfectantes. En vista de esta información, los compuestos de amonio cuaternario se deben utilizar con precaución, y todas las soluciones desinfectantes se deben diluir apropiadamente y cambiar según las recomendaciones del fabricante (TABLA 2). No hemos identificado referencias en relación con los beneficios o consecuencias de la rotación de los desinfectantes como una estrategia de prevención para el desarrollo de resistencia a una solución desinfectante en particular, y se debe considerar estudios adicionales sobre este tema.

Protocolos según las Áreas del Hospital

Superficies no críticas

Las superficies no críticas (por ejemplo, pisos, paredes, mostradores) en las instalaciones veterinarias tienen mayor probabilidad de contaminarse con patógenos que las instalaciones humanas, ya que los pacientes veterinarios frecuentemente pasan fluidos corporales a las superficies ambientales. Además, los pacientes veterinarios comparten equipos (por ejemplo, termómetros, cortadores, tijeras para gasas/suturas) y mesas de examen, además no están separados en habitaciones privadas o semiprivadas o alejadas del piso gracias a una cama. Los pisos, paredes y mostradores se deben limpiar cuando estén sucios y desinfectar cuando se sospeche de contaminación. Recomendamos cambiar los trapeadores y la solución desinfectante de los baldes escurridores un mínimo de dos veces al día: al inicio del día e inmediatamente antes de la última limpieza del día. Los trapeadores y las soluciones de limpieza también se deben cambiar cada vez que estén visiblemente sucios y después de limpiar grandes derrames.⁵ En instalaciones que atienden las 24 horas, donde no hay final del día, el trapeador y la solución se deben cambiar antes de trapear el piso entro turnos. Al menos una vez al día, se debe vaciar el balde escurridor, desinfectarlo con una solución fresca y dejarlo secar antes de un usarlo nuevamente. Para instalaciones de alto volumen o de atención durante las 24 horas donde es probable que ocurran derrames de fluidos corporales, el cambio del trapeador y la solución desinfectante después de cada derrame es impráctico. Recomendamos limpiar estos derrames en primera instancia con materiales desechables (por ejemplo, paños absorbentes, toallas de papel) seguido de una limpieza del área local. Las soluciones de limpieza deben contener un desinfectante apropiado ya que los detergentes simples (jabones) se contaminan frecuentemente con patógenos, que después se propagan en el hospital.²¹ La TABLA 3, la TABLA 4 y la TABLA 5 indican las elecciones adecuadas para los desinfectantes. Cabe señalar que se ha descubierto que los compuestos de amonio cuaternario son inadecuados para la limpieza de muebles, baños, inodoros y pisos.²¹ Las alfombras y otros muebles de tela deben limpiarse a profundidad de forma regular, aunque no hemos identificado recomendaciones específicas para los plazos adecuados.⁵ Las jaulas y otros alojamientos del paciente deben desinfectarse con cuidado y deben contar con un tiempo de contacto suficiente antes alojar a otro paciente. Se debe tener cuidado en la desinfección de todas las partes de la jaula: piso, paredes, techos, puertas y cerraduras.

Drenajes del Piso

No hemos podido identificar alguna bibliografía sobre la desinfección y el mantenimiento de los drenajes del piso en las áreas de cuidado del paciente.a El ambiente húmedo y la frecuente introducción de aguas contaminadas con patógenos suponen un riesgo de colonización en los drenajes del piso. Se debe enjuagar generosamente el drenaje con agua limpia después de la limpieza de un área contaminada. Además, se debe verter desinfectantes de nivel intermedio en el drenaje con regularidad, prestando atención a los tiempos de contacto antes de enjuagar. Recomendamos la desinfección semanal con una solución de blanqueador al 1:50, pero es necesario realizar más estudios para evaluar los riesgos planteados por el uso de drenajes en el piso. También se recomienda la desinfección rutinaria del lavatorio y los drenajes de las bañeras, especialmente en las tinas utilizadas para el lavado de heridas o baños del paciente. Si los drenajes se utilizan con poca frecuencia, se debe verter agua para asegurar niveles adecuados de agua en la trampa. De no hacerlo, los olores pueden penetrar en el área hospitalaria. Se debe considerar tapas en los drenajes que se utilizan con poca frecuencia.

Superficies de Alto Contacto

Las superficies de “alto contacto” – tales como manijas de puertas y teclados – se deben limpiar y desinfectar con mayor frecuencia que las otras superficies. Varios estudios han identificado las bacterias y los virus que sobreviven en numerosos fomites en el ámbito hospitalario, incluyendo el mouse y el teclado de la computadora; teléfonos (especialmente los auriculares y los botones del teclado numérico); grifos de los lavatorios; puertas, cajones, gabinetes, asas de iluminación de procedimientos; interruptores de luz y pestillos de la jaula. Las cubiertas plásticas para teclados y teclas del teléfono pueden ayudar en la limpieza de estas superficies y evitan la colonización de las aberturas entre las teclas.^22-26 La contaminación de las superficies de alto contacto puede reducirse a través de protocolos adecuados de higiene de las manos, pero debido a que el cumplimiento de estos protocolos nunca es 100% efectivo, la desinfección de las superficies sigue siendo necesaria.

Equipo Médico

El equipo médico especializado (por ejemplo, endoscopios, unidades dentales) también se debe considerar en los protocolos de desinfección. Después del uso, se debe limpiar y lavar los endoscopios y las unidades dentales con un limpiador enzimático para asegurar la eliminación de todos los restos orgánicos, además se debe lavarlos con agua y aire, y desinfectarlos. Después de empapar el equipo por el tiempo de desinfección necesario, todas las partes deben secarse a fondo, preferiblemente con aire a presión para eliminar cualquier gota de agua en los canales.^4,9,27-31 Las recomendaciones específicas de desinfección se pueden obtener del fabricante del equipo. Se ha demostrado que las sondas de ultrasonido presentan un riesgo mínimo cuando se limpia los fomites con una toalla seca, pero el gel de acoplamiento puede actuar como un medio para el crecimiento bacteriano. Por lo tanto, las sondas se deben limpiar al final de cada día para eliminar cualquier resto de gel de acoplamiento, utilizando un desinfectante de bajo nivel que no dañe el equipo.³² Recomendamos el uso de etanol o alcohol isopropílico para esta tarea. También se ha identificado que los estetoscopios son una fuente de infecciones nosocomiales. El alcohol isopropílico se considera como el desinfectante más eficaz para desinfectar el diafragma en comparación con jabón común y agua, hipoclorito de sodio y las soluciones de amonio cuaternario.³³ Las sondas del oxímetro de pulso con frecuencia se contaminan debido a los lugares de uso; pero se puede limpiarlas con alcohol entre un paciente y otro. Los controles de cualquier producto médico o pieza del equipo de monitoreo se deben llevar a cabo al menos una vez al día con alcohol para eliminar los patógenos, y también se debe desinfectar los alojamientos de los productos de mano. Los alcoholes desinfectan por desnaturalización de las proteínas y desecación. Cuando utilice alcohol para la limpieza, aplíquelo durante un tiempo de contacto adecuado y deje que se evapore completamente antes de volver a usarlo. El uso de bacterias probióticas y biosurfactantes para evitar la colonización de bacterias patógenas en superficies inanimadas es una estrategia emergente que puede proporcionar otro método para proteger los equipos y los dispositivos médicos en el futuro.³⁴

Lavandería

Las camas para jaula y la ropa quirúrgica plantean problemas especiales de desinfección. Las áreas de lavandería deben contar con estaciones de lavado de manos, y los equipos de protección (por ejemplo, guantes) deben estar en un lugar accesible, además se debe utilizar guantes durante el proceso de lavado de ropa sucia.⁵ La ropa muy sucia debe guardarse en recipientes o bolsas resistentes en el punto de uso, aunque las cubiertas no son necesarias en los recipientes de lavandería. Se debe evitar la preclasificación y el preenjuague en el punto de uso.⁵ Además, se debe ordenar y limpiar de residuos en el área de lavado, y después lavar en un ciclo de agua caliente (> 70 °C [160 ° F] durante 25 minutos) con un desinfectante adecuado.^4,5,9,35 Una dilución de blanqueador al 1% puede ser efectiva,35 aunque un estudio encontró que un compuesto fenólico (Microbac-II; Ecolab, St. Paul, MN) y un dialdehido (Metricide; Metrex Corp, Parker, CO) fueron los únicos productos que eliminaron el calicivirus felino de los tejidos 100% poliéster (el tipo de tela más resistente a la desinfección).³⁶ Si el sistema de agua caliente no puede alcanzar la temperatura necesaria, se logra la descontaminación exitosa mediante un desinfectante a base de cobre a una temperatura baja.³⁷ La ropa quirúrgica (por ejemplo, paños, material de taponamiento quirúrgico) se debe lavar por separado de la ropa de cama general.

HIGIENE DE LAS MANOS

Los organismos son más comúnmente transmitidos entre los pacientes a través de las manos de los profesionales de la salud. En consecuencia, los protocolos de higiene de las manos son una parte importante de las estrategias de control nosocomial. Los agentes patógenos contaminan las manos ya sea directamente de una mascota colonizada o de un fomite colonizado. Si la higiene de las manos es inadecuada, los patógenos pueden propagarse a otros pacientes y fomites (por ejemplo, a las superficies de alto contacto).^4,15,38 El contacto con los pacientes y su entorno es inevitable y no se puede controlar el comportamiento de los agentes patógenos en el medio ambiente, por lo que la higiene de las manos es la forma más eficaz de prevenir la transmisión de patógenos en el entorno hospitalario. Se debe poner en práctica un enfoque multifacético, que comience con la educación del personal. Éstos deben comprender los riesgos de los pacientes y del hospital.

Idealmente, se debería utilizar guantes para cada paciente y desinfectar las manos inmediatamente después de quitarse los mismos. Sin embargo, puede resultar costoso y se asocia con un bajo cumplimiento por parte de los trabajadores sanitarios, convirtiéndose así en una meta poco realista en muchos centros hospitalarios. Por lo tanto, deben aplicarse protocolos de higiene de las manos y programas de educación al personal. Recomendamos el uso de guantes al manipular a pacientes con infecciones que se sabe altamente transmisibles o de alta resistencia. Asimismo, se debe emplear guantes en pacientes inmunocomprometidos, como aquellos que están sometidos a quimioterapia, los recién nacidos, o aquellos con bajo recuento de glóbulos blancos secundario a procesos de la enfermedad. El personal debe estar capacitado para desinfectar sus manos inmediatamente antes de llegar a una caja con múltiples unidades de guantes a fin de evitar la contaminación de la caja, además inmediatamente después de quitarse los guantes.

El cumplimiento de los protocolos de higiene de las manos es probablemente el mayor obstáculo para reducir la transferencia de patógenos entre los pacientes. Inevitablemente, el cumplimiento de la higiene de manos es <100% en cualquier práctica. La contaminación del medio ambiente inanimado entonces conduce a la contaminación de todos los trabajadores, incluidos los que siguieron las prácticas apropiadas de higiene. Las tasas de cumplimiento en muchos hospitales humanos se sitúan a menudo entre el 25% y 50%.^39-41 Numerosos factores afectan el cumplimiento entre los trabajadores sanitarios, como el fácil acceso a las soluciones antisépticas, lociones para el lavado de manos, y geles con alcohol, especialmente en situaciones de alta demanda. Uno de los factores más importantes es la educación del personal. En algunos estudios, las tasas de cumplimiento fueron del 25% al 50% antes de la aplicación de los programas de educación del personal, que después alcanzaron entre el 65% y 80%.^{4,5,39,40,42-44} Los esfuerzos educacionales deben ser examinados a nivel de los individuos, supervisores y administradores (incluidos los responsables de pedidos de productos y del control del hospital).

La selección de los productos es un aspecto importante en el cumplimiento de la desinfección de manos entre el personal sanitario. El producto utilizado debe ser eficaz, hipoalergénico, no irritante, no desecante, y fácilmente accessible.^{15, 40, 42, 43} La frotación de las manos con alcohol es ideal debido al corto período de tiempo asociado con la antisepsia, la tolerabilidad de los profesionales de la salud, la facilidad de configuración para múltiples estaciones de higiene, y porque no se usan instalaciones sanitarias. Las frotaciones y las soluciones antisépticas a base de alcohol parecen ser las más efectivas para reducir la carga de patógenos en las manos de los trabajadores sanitarios.^{15, 45,46} A pesar de que las múltiples referencias sugieren una mejor antisepsia con frotaciones a base de alcohol, no se puede eliminar por completo el lavado de las manos.^40,44-46 El personal debe saber la importancia de lavarse las manos en presencia de suciedad visible. En el caso de líquidos para limpieza de manos y frotaciones sin agua, aconsejamos una fórmula de etanol al 60% ó 70% libre de perfume que contenga de 1% a 3% de glicerol (una loción).^b

La asociación entre las infecciones adquiridas en los hospitales y la carga de trabajo a menudo se pasa por alto. El personal adecuado debe asegurar el tiempo suficiente no sólo para la atención del paciente y del cliente sino para la higiene de las manos. El tiempo disponible para la higiene de las manos y otras estrategias de prevención se reduce significativamente cuando pocos trabajadores son responsables por muchos pacientes, resultando en el aumento de las tasas de infección nosocomial. ^{4, 47}

CONCLUSIÓN

Las estrategias de desinfección para el hospital deben incluir un programa de limpieza periódico que preste atención a los agentes de desinfección apropiados y sus contactos necesarios para la superficie o el equipo en cuestión. Los accesorios de limpieza, los agentes de desinfección y las estaciones de higiene de las manos deben estar a la disposición, además deben ser accesibles y bien tolerados por el personal (especialmente los productos para la higiene de las manos). La creación de un programa exhaustivo de desinfección es un proyecto intimidante y tedioso, pero una vez que esté en marcha, dicho programa puede reducir drásticamente la carga de patógenos en el hospital.

La educación del personal es imprescindible para aumentar el cumplimiento de las estrategias de desinfección hospitalaria. A menudo, los trabajadores sanitarios no se dan cuenta de los riesgos potenciales para los pacientes y aumentan la carga de trabajo asociada con las repercusiones de las infecciones nosocomiales. Se debe repetir las instrucciones periódicamente para una mayor redundancia y en la capacitación del nuevo personal. El hospital debe tener la cantidad adecuada de personal, de modo que tengan el tiempo suficiente para poder cumplir con los protocolos establecidos para el mantenimiento del hospital y las prácticas apropiadas de higiene de las manos.

Un enfoque en equipo a la atención del hospital y sus pacientes puede mejorar drásticamente el nivel de atención. Los administradores, los veterinarios, los técnicos y los auxiliares deben participar y comunicarse en el desarrollo, la educación, la implementación y el refuerzo de los protocolos de higiene del personal y la desinfección del hospital. Una mayor conciencia del medio ambiente como fuente de infección puede ayudar a salvar vidas, mejorar la comodidad del paciente y reducir significativamente los costos hospitalarios asociados con las infecciones nosocomiales.

Referencias

1. Nettleman MD. Cost and benefit of infection control. En: Wenzel RP, ed. Prevention and Control of Nosocomial Infections. Cuarta Edición. Filadelfia: Lippincott Williams & Wilkins; 2003:33-41.

2. Klevens RM, Edwards JR, Richards CL, et al. Estimating health care-associated infections and deaths in U.S. hospitals, 2002. Public Health Rep 2007;122:160-166.

3. Rutala WA, Weber DJ. Surface disinfection: should we do it? J Hosp Infect 2001;48(Suppl A):S64-S68.

4. Ducel G, Fabry J, Nicolle L, eds. Prevention of Hospital-Acquired Infections. Malta: World Health Organization (WHO); 2002. Acceso en enero de 2007 en WHO.int.

5. Sehulster L, Chinn RYW. Guidelines for environmental infection control in health-care facilities. MMWR Recomm Rep 2003;52(RR10):1-42.

6. Weber DJ, Rutala WA. The environment as a source of nosocomial infections. En: Wenzel RP, ed. Prevention and Control of Nosocomial Infections. Cuarta Edición. Filadelfia: Lippincott Williams & Wilkins; 2003:575-597.

7. Ogeer-Gyles JS, Matthews KA, Boerlin P. Nosocomial infections and antimicrobial resistance in critical care medicine. J Vet Emerg Crit Care 2006;16(1):1-18.

8. Greene CE. Infectious Diseases of the Dog and Cat. Tercera Edición. St. Louis: Elsevier; 2006:991-1006.

9. Rutala WA, Weber DJ. Modern advances in disinfection, sterilization, and medical waste management. En: Wenzel RP, ed. Prevention and Control of Nosocomial Infections. Cuarta Edición. Filadelfia: Lippincott Williams & Wilkins; 2003:542-574.

10. Neely AN. A survey of gram-negative bacteria survival on hospital fabrics and plastics. J Burn Care Rehabil 2000;21(6):523-527.

11. Rutala WA, Stiegel MM, Sarubbi FA, Weber DJ. Susceptibility of antibiotic-susceptible and antibiotic-resistant hospital bacteria to disinfectants. Infect Control Hosp Epidemiol 1997;8(6):417-441.

12. Kennedy MA, Mellon VS, Caldwell G, Potgieter LN. Virucidal efficacy of the newer quaternary ammonium compounds. JAAHA 1995;31(3):254-258.

13. Eleraky NZ, Potgieter LN, Kennedy MA. Virucidal efficacy of four new disinfectants. JAAHA 2002;38(3):231-234.

14. Sattar SA. Allen Denver Russell Memorial Lecture, 2006. The use of microbicides in infection control: a critical look at safety, testing and applications. J Appl Microbiol 2006;101(4):743-753.

15. Boyce JM, Pittett D. Guideline for Hand Hygiene in Health-Care Settings: Recommendations of the Healthcare Infection Practices Advisory Committee and the HIPCAC/SHEA/APIC/IDSA Hand Hygiene Task Force. MMWR Recomm Rep 2002;51(RR16):1-44.

16. Danchaivijitr S, Dhiraputra C, Rongrungruang Y, et al. Microbial contamination of antiseptics and disinfectants. J Med Assoc Thai 2005;88(Suppl 10):S133-S139.

17. Oie S, Kamiya A. Microbial contamination of antiseptics and disinfectants. Am J Infect Control 1996;24(5):389-395.

18. Karatzas KA, Randall LP, Webber M, et al. Phenotypic and proteomic characterization of MAR variants of Salmonella enteric serovar Typhimurium selected following exposure to disinfectants. Appl Environ Microbiol 2008;74(5):1508-1516.

19. Fraise AP. Susceptibility of antibiotic-resistant cocci to biocides. Symp Ser Soc Appl Microbiol 2002;31:S158-S162.

20. Sidhu MS, Heir E, Leegaard T, et al. Frequency of disinfectant resistance genes and genetic linkage with beta-lactamase transposon Tn552 among clinical staphylococci. Antimicrob Agents Chemother 2002;46(9):2797-2803.

21. Dharan S, Mourouga P, Copin P, et al. Routine disinfection of patients’ environmental surfaces. Myth or reality? Hosp Infect 1999;42(2):113-117.

22. Rutala WA, White MS, Gergen MF, Weber DJ. Bacterial contamination of keyboards: efficacy and functional impact of disinfectants. Infect Control Hosp Epidemiol 2006;27(4):372-377.

23. Clay S, Maherchandani S, Malik YS, Goyal SM. Survival on uncommon fomites of feline calicivirus, a surrogate of noroviruses. Am J Infect Control 2006;34(1):41-43.

24. Bures S, Fishbain JT, Uyehara CF, et al. Computer keyboards and faucet handles as reservoirs of nosocomial pathogens in the intensive care unit. Am J Infect Control 2000;28(6):465-471.

25. Talon D. The role of the hospital environment in the epidemiology of multi-resistant bacteria. J Hosp Infect 1999;43(1):13-17.

26. Lemmen SW, Hafner H, Zolldann D, et al. Distribution of multi-resistant gram-negative versus gram-positive bacteria in the hospital inanimate environment. J Hosp Infect 2004;56(3):191-197.

27. Meiller TF, Kelley JI, Baqui AA, DePaola LG. Laboratory evaluation of anti-biofilm agents for use in dental unit waterlines. J Clin Dent 2001;12(4):97-103.

28. Shumway R, Broussard JD. Maintenance of gastrointestinal endoscopes. Clin Tech Small Anim Pract 2003;18(4):254-261.

29. Rutala WA, Weber DJ. Reprocessing endoscopes: United States perspective. J Hosp Infect 2004;56(Suppl 2):S27-S39.

30. Marion K, Freney J, James G, et al. Using an efficient biofilm detaching agent: an essential step for the improvement of endoscope reprocessing protocols. J Hosp Infect 2006;64(2):136-142.

31. Muscarella LF. Inconsistencies in endoscope-reprocessing and infection-control guidelines: the importance of endoscope drying. Am J Gastroenterol 2006;101(9):2147-2154.

32. Muradali D, Gold WL, Phillips A, Wilson S. Can ultrasound probes and coupling gel be a source of nosocomial infection in patients undergoing sonography? An in vivo and in vitro study. Am J Roentgenol 1997;168(2):567-568.

33. Marinella MA, Pierson C, Chenworth C. The stethoscope. A potential source of nosocomial infection? Arch Intern Med 1997;157(7):786-790.

34. Falagas ME, Makris GC. Probiotic bacteria and biosurfactants for nosocomial infection control: a hypothesis. J Hosp Infect 2009 Apr;71(4):301-306.

35. Fijan S, Koren S, Cencic A, Sostar-Turk S. Antimicrobial disinfection effect of a laundering procedure for hospital textiles against various indicator bacteria and fungi using different substrates for simulating human excrements. Diagn Microbiol Infect Dis 2007;57(3):251-257.

36. Malik YS, Allwood PB, Hedberg CW, Goyal SM. Disinfection of fabrics and carpets artificially contaminated with calicivirus: relevance in institutional and healthcare centers. J Hosp Infect 2006;63(2):205-210.

37. Hall TJ, Wren MW, Jeanes A, Gant VA. Decontamination of laundry at low temperature with CuWB50, a novel copper-based biocidal compound. Am J Infect Control 2009;37(6):478-483.

38. Sattar SA, Jacobsen H, Springthorpe VS, et al. Chemical disinfection to interrupt transfer of rhinovirus type 14 from environmental surfaces to hands. Appl Environ Microbiol 1993;59(5):1579-1585.

39. Eldridge NE, Woods SS, Bonello RS, et al. Using the six sigma process to implement the Centers for Disease Control and Prevention Guideline for Hand Hygiene in 4 intensive care units. J Gen Intern Med 2006;21(Suppl 2):S35-S42.

40. Creedon SA. Healthcare workers’ hand decontamination practices: compliance with recommended guidelines. J Adv Nurs 2005;51(3):208-216.

41. Rosenthal VD, Guzman S, Safdar N. Reduction in nosocomial infection with improved hand hygiene in intensive care units of a tertiary care hospital in Argentina. Am J Infect Control 2005;33(7):392-397.

42. Hirschmann H, Fux L, Podusel J, et al. The influence of hand hygiene prior to insertion of peripheral venous catheters on the frequency of complications. J Hosp Infect 2001;49(3):189-203.

43. Pittet D. Improving compliance with hand hygiene protocols. Infect Control Hosp Epidemiol 2000;21(6):381-386.

44. Pittet D. Improving compliance with hand hygiene. In: Wenzel RP, ed. Prevention and Control of Nosocomial Infections. Cuarta Edición. Filadelfia: Lippincott Williams & Wilkins; 2003:524-541.

45. Traub-Dargatz JL, Weese JS, Rousseau JD, et al. Pilot study to evaluate 3 hygiene protocols on the reduction of bacterial load on the hands of veterinary staff performing routine equine physical examinations. Can Vet J 2006;47(7):671-676.

46. Widmer AF. Replace hand washing with use of a waterless alcohol hand rub? Clin Infect Dis 2000;31(1):136-143.

47. Beggs CB, Noakes CJ, Shepherd SJ, et al. The influence of nurse cohorting on hand hygiene effectiveness. Am J Infect Control 2006;34(10):621-626.

a La decision de colocar drenajes en el piso de los hospitals se discute en «Guidelines for Reduction of Veterinary Hospital Pathogens: Hospital Design and Special Considerations»

b La antisepsia adecuada de las manos en la limpieza prequirúrgica se discute en «Guidelines for Reduction of Veterinary Hospital Pathogens: Hospital Design and Special Considerations»